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Toulouse Reseau Imagerie
Responsable : Philippe COCHARD • Responsable Tech. : Jacques ROUQUETTE - Sophie ALLART - Cecile POUZET Responsables par site: voir organigramme
Adresse : Philippe Cochard
Centre de Biologie du Développement CNRS UMR 5547 Université Paul Sabatier
118 Rte de Narbonne Bât 4R3
31062 Toulouse

complements

Certifications

  

Site web

http://trigenotoul.com/

Presentation de la plate-forme

La plateforme TRI (Toulouse Réseau Imagerie) a été créée en 2001, et a pour objectif principal la visualisation des fonctions biologiques, de l’échelle nanométrique à l’organisme entier. Elle présente 3 champs de compétences, la microscopie photonique, la microscopie électronique et la cytométrie. Elle fédère les plateaux d’imagerie de six sites de recherche distribués dans et autour de Toulouse et dépend de trois tutelles : CNRS, INSERM, Université Toulouse 3.

La plateforme TRI intervient principalement dans les techniques de pointe en imagerie en :
- Biologie animale : La plupart des modèles, depuis la bactérie et la levure jusqu’à l’homme, en passant par les insectes (drosophile, abeille), le poisson, l’amphibien, le poulet, la souris, le rat, le mouton, le singe. Les observations s’effectuent sur des cultures cellulaires, des préparations tissulaires, des organes entiers, des embryons, ou encore l’animal entier.
- Biologie Végétale : Plantes, champignons et bactéries (en particulier interactions plante-microorganismes, développement). Les observations sont réalisées sur des cultures cellulaires, des préparations tissulaires, des organes entiers et des plantules.

La plateforme est animée par de nombreux personnels dédiés (37 ingénieurs et techniciens, soit 30 ETP) qui, outre leurs missions de support actif à la recherche, participent activement à l’enseignement et à la diffusion des connaissances, à tous niveaux. L’expertise scientifique et technique des personnels et les technologies mises en œuvre sont nombreuses et variées :
• Microscopie champ large (incluant la déconvolution), confocale (dont spinning disk) et multiphoton pour l’observation de cellules, tissus et petits organismes vivants.
• Microscopie et macroscopie à feuille de lumière (SPIM) pour l’imagerie d’organismes entiers.
• Microscopie à super-résolution incluant PALM, TORM, STED, SIM
• Suivi de particule unique
• Cytométrie, imagerie moyen & haut débit,
• Microscopie électronique à transmission (dont tomographie et spectrométrie par perte d’énergie) et à balayage (dont analyseX), microscopie corrélative (CLEM).
• Cryométhodes : cryofixation et cryosubstitution, technique CEMOVIS
• Microscopie à force atomique (AFM) couplée à la microscopie de fluorescence
• Microspectrofluorimétrie incluant l’imagerie ionique dynamique (calcium, pH, etc…)
• F-techniques (FRAP, FRET, FLIM, FCS, FCCS), luminescence, TIRF
• Cytométrie en flux et tri cellulaire
• Microscopie moyen et haut débit (scanner de lames et HCS)
• Imagerie du petit animal (intravital et corps entier)
• Microscopie confocale, multiphoton, cytométrie et tri cellulaire en A3 pour l’étude de pathogènes.
• Traitement d’images & modélisation

Descriptif détaillé des prestations :
Trois niveaux de prestations sont fournis sur la plate-forme.
a) Prestation de formation pour un accès autonome aux équipements
La formation des utilisateurs aux différents appareils est l’une des clefs de voûte de la plateforme. Le responsable technique procède à la mise en autonomie des personnes souhaitant utiliser le matériel du centre. Cependant cette prestation n’est mise en place qu’après discussion préalable avec les responsables scientifiques et techniques, afin de définir au mieux les besoins et la faisabilité, et d’orienter les utilisateurs sur les appareils adéquats. Une fois la formation effective, l’utilisateur peut accéder en toute autonomie à l’équipement par un moyen de réservation en ligne.
b) Prestation avec assistance :
Des utilisateurs occasionnels ou ayant une utilisation espacée dans le temps peuvent bénéficier de l’assistance du personnel technique. Le personnel de la plateforme réalise les travaux en collaboration, aussi bien pour l’obtention des images que pour l’interprétation des résultats obtenus.
c)Les projets spécifiques de développement technique :
Dans le cadre des programmes des différents laboratoires, de nouvelles avancées techniques et méthodologiques peuvent être développées au sein de la plate-forme. Ces projets vont de l’adaptation de méthodes pré-existantes (préparation d’échantillon, adaptation de l’équipement, création de macro) au développement de nouvelles technologies. Ces projets impliquent la participation d’un ou de plusieurs personnels scientifique et technique de la plateforme.


Les différents sites de TRI :

FRBT (Fédération de Recherche en Biologie de Toulouse):
- Site CBI Centre de Biologie Intégrative de Toulouse (CNRS/ UPS).
118 route de Narbonne 31062 Toulouse cedex 04
- Site IPBS Institut de Pharmacologie et de biologie structurale UMR 5089 (CNRS/UPS)
205 route de Narbonne 31077 TOULOUSE Cedex.

FRAIB Agrobiosciences, Interactions et Biodiversité (CNRS/UPS)
24 chemin de Borde-Rouge BP 42617 Auzeville 31326 Castanet Tolosan

SFRBMT (Structure Federative de Recherche Bio-Médicale de Toulouse) :
- Site du CHU Purpan : CPTP, INSERM UMR1043/CNRS UMR5282/UPS
Place du Dr Baylac Bp 3028, 31024 Toulouse Cedex 03
- Site du CHU Rangueil : I2MC INSERM/UPS
Bât. L3, BP 84225 31432 Toulouse Cedex 04
- Site du CMEAB : Faculté de Médecine de Rangueil
133 route de Narbonne, 31062 Toulouse Cedex 04
- Site de l’ITAV (USR3505)
Centre Pierre Potier - 1 place Pierre Potier – BP 50624 - 31106 Toulouse cedex 1

Moyens et equipements

La majorité des équipements décrits ont un coût supérieur ou égal à 150 k€. Cependant, nous avons fait figurer des équipements de coût moindre mais d’intérêt stratégique.

A- Microscopie optique :
1. Site CBI
Microscope Champ large LEICA (2001)
Microscope champ large NIKON/vivant
Microscope champ large Olympus
Microscope confocal LEICA SP2 (2001)
Microscope confocal LEICA SP5 Bi-Photon (2007)
Microscope confocal Zeiss 710 (2011)
Microscope confocal LEICA SP8 resonant inversé (2015)
Microscope confocal LEICA SP8 resonant droit (2016)
Microscope confocal spinning disk/optogénétique LEICA (2016)
Station FRAP 3D couplé à 3 lignes lasers (2006)
Microscope confocal rapide ANDOR (2009)
PALM-STORM NIKON (2015)
Princes Optiques (2009)
SIM rapide (2015)
Imagerie Haut Débit OPERETTA (2014)
Station d’analyse Huygens (2015)
2. Site de l'ITAV
Microscope confocal Bi-photon Zeiss LSM 510 (2007)
SPIM single plane illumination microscope 2 postes (2010 et 2014)
MacroSPIM (2015)
Arrayscan (2012)
Station de traitement et d’analyse d’image (2014)
3. Site FRAIB
Champ large LEICA (2001)
Champ large Nikon (2014)
Macroscope Zeiss Axiozoom (2013)
Microscope confocal LEICA SP2 (2001)
Microscope confocal LEICA SP2 AOBS (2005)
Microscope confocal LEICA SP8 (2015)
Système FLIM 2 postes (2006 - 2010)
Système FLIM LEICA SP8 (2016)
Microdissection laser Arcturus XT (2009)
Microscope Spinning disk (Perkin Elmer) (2011)
Scanner de lames 2 postes (Nanozoomer) 2014
Bioluminescence (2014)
4. Site IPBS
Champ large LEICA DMIRB
Champ large LEICA DMLA
Champ large LEICA Drt MIV (2001)
Champ large Drt Macrofluo (2006)
Bioluminescence (2012)
Microscope confocal ZEISS LSM 510 (2006)
Microscope multiphoton FLIM Zeiss 7MP (2009)
Microscope multiphoton Zeiss 710 NLO (2009)
Confocal TIRF Olympus FV1000 (inversé) (2011)
Spectrofluorimetre Edinburgh Inst
Spectrofluorimetre PTI
Spectrofluorimetre Specord 205
5. Site de Purpan (CPTP)
Apotome Zeiss (2009)
Champ large Zeiss (2003)
Microscope confocal ZEISS LSM 510 (2001)
Microscope confocal ZEISS LSM 710 (2009)
Microscope bi-photonique ZEISS LSM 710 NLO (2010)
Microscope Confocal Leica SP8 STED (2013)
Microscope Spinning-disk TIRF Nikon (2014)
Poste de traitement et analyse (2005, 2009, 2016)
6. Site de Rangueil (I2MC)
Champ large Zeiss Cell Observer HS (2012)
Microscope confocal ZEISS LSM 510 (2001)
Microscope confocal ZEISS LSM 780 (2013)
Microscope super resolution Zeiss ELYRA (2014)

B - Microscopie électronique
1. Site CBI (METi)
Microscope électronique en transmission JEOL JEM 1200 (2014)
Microscope électronique tomographique JEOL JEM 2100 CR (2007)
2. Site CMEAB
Microscope Electronique a Balayage ESEM Quanta 250 FEG FEI (2012)
Microscope Electronique a Transmission HT 7700 Hitachi (2012)

C - Cytométrie en flux et tri cellulaire
1. Site IPBS
Cytomètre de Flux LSR II (BD Biosciences) 2006
Cytomètre de flux BD Facscalibur
Cytomètre de flux MACSQUANT Q10 ASB3
Trieur de cellule FACSARIA Fusion ASB3
2. Site Rangueil (I2MC)
Cytometre de flux BD FACSVerse
Cytomètre de flux BD FORTESSA
Trieur de cellules BD Influx
2. Site Purpan (CPTP)
Cytomètre de Flux LSRII (BD Biosciences) 2005
Cytomètre de flux FC500
Cytomètre de flux FORTESSA
Cytomètre de flux MACSQUANT Q10
Cytometre de flux MACSQUANT VYB
Trieur de cellules FACSARIA (Beckman-Coulter) : 2007
Trieur de cellules FACSARIA SORP (BD Biosciences) : 2010
ImageSTREAMX

Galerie

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