Bioimaging center Lille (BICeL)

Une expertise en microscopie électronique, photonique, à force atomique, en cytométrie et criblage pour les études fonctionnelles dynamiques, de la molécule jusqu'au petit animal.

Site de la plateforme

Bioimaging center Lille (BICeL)

Une expertise en microscopie électronique, photonique, à force atomique, en cytométrie et criblage pour les études fonctionnelles dynamiques, de la molécule jusqu'au petit animal.

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Bioimaging center Lille (BICeL)

Le BICeL fédère les plateformes d’imagerie des campus hospitalo-universitaire, de la cité scientifique et de l’Institut Pasteur de Lille. Il est structuré en cinq plateaux technologiques : microscopie électronique, microscopie photonique, microscopie à force atomique, cytométrie et imagerie en flux, criblage par imagerie à haut débit et haut contenu.

Le BICeL implique au total 34 chercheurs, enseignants-chercheurs, ingénieurs et techniciens. Il est animé par un comité de pilotage qui s’appuie sur un conseil scientifique et un comité de gestion pour mettre en œuvre la politique d’orientation stratégique, validée par le comité institutionnel et définie par le comité des utilisateurs.

L’objectif du BICeL est de soutenir l’effort de recherche de la communauté nationale et internationale, avec une excellence dans le développement de technologies pertinentes au service de problématiques scientifiques de grande visibilité. Il fait partie de réseaux technologiques nationaux et internationaux. Le BICeL offre par ailleurs de nombreuses formations et dispose d’un parc d’instruments ouverts aux académiques et industriels.

Expertises et services

Imagerie photonique, incluant l’imagerie in vivo en animalerie A2, la super-résolution, les méthodologies FRAP, FRET, FCS/FCCS et feuille de lumière,
Imagerie électronique à transmission (MET) et balayage (MEB), incluant la (cryo-)tomographie en MET et SEM et l’analyse EDX et EELS en MET,
Microscopie à force atomique, incluant la spectroscopie de force, y compris en milieu de confinement, avec couplage à la microscopie photonique, y compris de super-résolution,
Cytométrie conventionnelle et spectrale, imagerie en flux et tri cellulaire, y compris en milieu de confinement,
Criblage par imagerie à haut débit en différents milieux de confinement avec plateau de robotisation pour le criblage de chimiothèques, si, sh et miRNAthèques,
Animation de formations théoriques et pratiques (liste),
Aide au design, à l’acquisition et à l'analyse de données,
Sauvegarde et archivage de données.

Moyens et équipements

Microscopie à force atomique :

Bruker MultiMode 8,
Bruker BioScope Catalyst et Zeiss TIRF, S2 Lab,
Bruker BioScope Resolve et Zeiss PALM Elyra P.1,
Bruker FastScan Bio,
JPK NanoWizard 3, CellHesion, BioMAT, FluidFM,
JPK NanoWizard 3 Ultra et STED/RESOLFT,
Station de travail off-line.

Microscopie électronique :

2 ultramicrotomes et 2 cryo-ultramicrotomes,
Appareil de cryo-fixation sous haute pression,
2 appareils de cryo-substitution,
2 MET 100 kV,
MET 200 kV LaB6 avec Tomo, Cryo, STEM, EDX, EELS, GIF, caméra Ultrascan 4K,
MEB avec cryo-station et SBF 3View (serial block face).

Microscopie à haut contenu :

PerkinElmer Opera QEHS en LNSB3,
Microscope inversé motorisé TiE (Nikon) en LNSB1,
Ensemble robotisé avec 2 bras automatiques BRAVO (Agilent) en LNSB2 incluant : InCell 6000 (GE), Echo 550 (Labcyte), scelleuse et centrifugeuse de microplaques, multispectromètre, incubateur et étiqueteuse.

Microscopie photonique :

5 microscopes confocaux, dont 2 Airyscan, 2 spinning disk et un équipé en SR,
2 microscopes PALM, dont un avec module TIRF,
Microscope PALM-SIM,
2 microscopes multiphotons, dont un pour l’imagerie intravitale,
Microscope équipé en microscopie CARS,
3 systèmes de mesure de durée de vie de fluorescence (modulation de phase, TCSPS et SLIM),
4 vidéo-microscopes, dont un TIRF,
2 microscopes pour l’observation de coupes histologiques,
Scanner de lames,
8 microscopes à épifluorescence classique,
Microscope à feuille de lumière,
Système d’imagerie du petit animal (rongeur),
Système d’analyse Incucyte,
3 loupes binoculaires,
6 stations de travail off-line.

Cytométrie et imagerie en flux :

ImageStream X mkII,
BD Facs ARIA III,
BD Facs ARIA Sorp,
BD Canto II,
BD LSR Fortessa,
BD LSR Fortessa X20,
Life Technologies AttuneNxT,
2 Beckman Coulter Cyan ADP L9,
Cytomètre spectral Sony SP6800,
5 stations de travail off-line.

<hr>Couple de parasites schistosomes, MEB.

<hr>Neisseria meningitidis (méningocoque) à la surface d'une cellule, MEB.

<hr>Analyse du muscle squelettique (laminine en vert). Echelle : 500 µm. © Institut Pasteur de Lille, A. Mayeuf-Louchard, A. Danckaert.

<hr>GnRH (vert) et périphérine (rouge) observées en microscopie à feuille de lumière sur neurones. Echelle : 1 000 µm. © Inserm, P. Giacobini.

<hr>Cellules HeLa infectées par S. flexneri exprimant la protéine GFP. Marquage après fixation avec la filipine (en bleu) et immunomarquage avec un anticorps anti-BL (en rouge).

<hr>Coupe d'intestin de souris nourrie à l'huile d'olive, MET.

<hr>Macrophage infecté par M. tuberculosis et observé en MET.

<hr>Cellule HeLa infectée par Y. pseudotuberculosis et observée en microscopie électronique à balayage (fausses couleurs). © CMIP.

Comment soumettre un projet ?

Après une formation théorique et pratique, les utilisateurs acquièrent un droit de réservation sur chaque système selon la politique tarifaire affichée et déclarée au bulletin officiel du CNRS. En contactant la plateforme à l’adresse contact@bicel.org, il est possible d’obtenir au préalable des devis pour prévoir des demandes de financement. Des entretiens avec des industriels peuvent être organisés en vue d’une collaboration ou d'une prestation de service. Suivant la technologie sollicitée, une priorisation peut être mise en œuvre (premier arrivé, premier servi), de même en fonction des exigences (révision d’articles).

Exemple d'utilisation

Trafic membranaire de M. tuberculosis et régulation du cytosquelette d’actine

L’entrée des mycobactéries dans les cellules épithéliales dépend d’un récepteur membranaire, M3R, et nécessite la régulation du réarrangement du cytosquelette d’actine, démontrant l’implication de la protéine ArfGAP1 dans le contrôle des interactions hôte-pathogène.

L’identification d’ArfGAP1 résulte d’un criblage à haut contenu réalisé sur le plateau dédié du BICeL. La caractérisation de la localisation d’ArfGAP1 ainsi que la dynamique fonctionnelle de recrutement ont été étudiées sur les microscopes biophotoniques de la plateforme. Enfin, une analyse des propriétés biophysiques, notamment de l’élasticité cellulaire en fonction de l’expression ou non d’ArfGAP1, a été effectué sur le plateau de microscopie à force atomique. Cette étude implique des chercheurs de Lille, Paris, Angers et Corée du Sud.

Pour en savoir plus : Song O.R. et al. (2018). ArfGAP1 restricts Mycobacterium tuberculosis entry by controlling the actin cytoskeleton. EMBO Reports, 19(1):29-42.

Contact

Bioimaging center Lille (BICeL)
1 rue du professeur Calmette
59019 Lille
Région : Hauts-de-France+33 (0)3 20 87 11 36
contact@bicel.org
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