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Bordeaux Imaging Center
Responsable : Daniel Choquet • Responsable Tech. : C Poujol, E Gontier, L Brocard
Adresse : 146 rue Léo Saignat
33077 Bordeaux

complements

Certifications


Plate-forme certifiée ISO 9001

Site web

http://www.bic.u-bordeaux.fr/

Presentation de la plate-forme

4.2.1 PRESTATIONS
Les prestations de la plateforme sont accessibles à la fois aux laboratoires académiques locaux ou extérieurs, et aux partenaires industriels.

Le détail des prestations du BIC est présenté sur le site Web:
http://www.bic.u-bordeaux.fr

Spécificité scientifique: Méthodes

- En imagerie photonique: macroscopie de fluorescence, ultramicroscopie ou imagerie par feuillet de lumière, microscopie à fond clair et épi-fluorescence, microscopie confocale, microscopie multi-photonique, microscopie à ultra-haute résolution STED, microscopie à ultra-haute résolution PALM, microscopie à ultra-haute résolution STORM, vidéo-microscopie et microscopie confocale rapide associées à des techniques spécifiques : FRAP, FRET, FLIM et FCS, screening à haut débit par scanner de lames.
- En imagerie électronique: microscopie en transmission (MET) associée à la tomographie, ou la microscopie corrélative et microscopie à balayage (MEB). La Plate-forme offre différentes techniques de préparation des échantillons, conventionnelle jusqu’aux techniques avancées de cryo-préparation des échantillons incluant la cryofixation sous haute pression suivie de cryosubstitution et l’ultracryomicrotomie.

Spécificité scientifique: Systèmes biologiques

- En imagerie photonique, les systèmes biologiques analysés sont d’origines animales ou végétales, et sont vivants ou bien fixés. Ce sont par exemple des tissus entiers ou des cellules en culture. Des échantillons chimiques ou bien différents types de matériaux en physique peuvent également être étudiés. Une majorité d’études sont réalisées dans les domaines des Neurosciences et du végétal
- En imagerie électronique, les systèmes biologiques analysés sont d’origine animale ou végétale. Il s’agit de tissus entiers, de cellules isolées en culots ou en mono-couches sur différents supports, de suspensions cellulaires, organelles ou fractions membranaires isolées, de micro-organismes (Levures…). D’autres systèmes comme les polymères et autres matériaux « mous » font l’objet de prestations.
4.2.2 MISE A DISPOSITION DE MATERIEL:
Sur le Pôle d’Imagerie Photonique :
• 3 microscopes plein-champ à épifluorescence
• 1 vidéo-microscope
• 1 macroscope
• 1 ultramicroscope ou microscope avec illumination par feuillet de lumière
• 4 microscopes confocaux
• 2 microscopes multiphotoniques (1 équipé pour électrophy, 1 équipé pour le FLIM)
• 1 microscope confocalultra-haute résolution (STED)
• 1 vidéo-microscope combinant un spinning-disk (équipé de FRAP)
• 1 spinning-disk (équipé de FRAP et FLIM)
• 1 microscope TIRF dédié au PALM (équipé de FRAP)
• 1 microscope super-résolution GSD
• 1 scanner de lames
• 4 stations d’analyse de haute performance équipées de logiciels d’analyse 2D comme MetaMorph, d’un logiciel de déconvolutionAutoQuant, d’un logiciel d’analyse d’images 3D Imaris (Bitplane), d’un logiciel de reconstruction et analyse 3D Arivis Vision 4D, d’un logiciel pour la déconvolution des images STED Huygens (SVI) et permettant l’accès à des logiciels 2D et 3D en freeware.
Sur le Pôle d’Imagerie Electronique
• 2 microscopes électroniques en transmission (MET) dont 1 équipé d’un détecteur d’analyse X
• 1 microscope électronique à balayage (MEB) équipé d’un détecteur d’analyse X,
• 1 automate d’immunomarquage
• 1 automate d’inclusion conventionnelle
• 1 unitée de cryo-Fixation Haute Pression
• 2 automates de cryo-substitution
• 4 ultramicrotomes dont 1 cryo-ultramicrotome
• 1 système d’illumination en fluorescence adaptable sur loupe ou sur ultramicrotome
• 1 métalliseur
• 1 appareil à contournement du point critique (CPD)
• 1 trimmer rotatif
• 1 appareil évaporateur carbone/carbon coating
• Mise à disposition de logiciels dédiés à l’exploitation des images obtenues (Digital Micrograph3D_REC (GATAN) ; Image J (NIH); Photoshop (Adobe); Etomo-Imod (Univ Colorado ;

Sur le Pôle d’Imagerie du Végétal
• 1 microscope électronique à transmission 120 KV (MET) équipé pour tomographie et observation cryo
• 1 système de cryofixation sous haute pression (EM-Pact Leica)
• 2 systèmes de cryosubstitution (AFS Leica)
• 1 microscope confocal avec module Fast AiryScan
• 2 microscopes à épifluorescence
• 2 ultramicrotomes + 3 microtomes
• 1 loupe stéréo microscopique à épifluorescence
• 1 macroscope à épifluorescence
• Logiciels d’analyse d’images: Image-Pro Plus, Autoquant (déconvolution), Xplore 3D et TomoJ (tomographie), Amira (visualisation 3D)

4.2.3 PRESTATIONS DE SERVICE
Prise en charge d’une partie (préparation d’échantillons, immuno-marquages, acquisition d’images, analyse d’images) ou de la totalité d’un projet d’étude jusqu’à l’interprétation des images.
4.2.4.1 Prestations Spécifiques en Imagerie Photonique
Le pôle d’imagerie photonique assure de nombreuses activités selon 3 axes majeurs:
• Service et maintenance des équipements (microscopes, logiciels d’analyse…)
• Formation
• Développements: Le pôle d'imagerie photonique met au point diverses techniques d'imagerie et fournit l'équipement de pointe aux utilisateurs.
Les points forts suivants font du pôle photonique du BIC un centre unique in France:
• Fortes compétences en imagerie photonique à ultra-haute résolution (techniques molécules uniques, techniques multi-photon, STED, imagerie PALM et STORM).
• La présence d’une équipe de R & D dédiée au développement de nouvelles technologies d’imagerie adaptées aux modèles biologiques.
• Une interaction étroite avec le L’Institut Interdisciplinaire de Neuroscience et 2 compagnies (Leica et Roper Scientific) et avec le réseau national des technologies de microcopies photoniques (RT-MFM du MRCT) dans lequel le pole photonique est fortement impliqué
• Une offre unique de techniques d’imageries du vivant (PALM/STED/FRET / FLIM / FRAP).
• Le développement en cours de la microscopie corrélative en étroite interaction avec le pôle d’imagerie électronique.

• Le développement en cours de la microscopie photonique à haute résolution sur les modèles plantes avec le pôle d’imagerie du végétal.

Détail des Techniques accessibles en Imagerie Photonique
En imagerie photonique :
Types de microscopie :
• Macroscopie (caméra pour fluorescence et caméra couleur pour imagerie de transmission)
• Ultramicroscopie ou imagerie par feuillet de lumière
• Microscopie plein champ (caméra pour fluorescence et caméra couleur pour imagerie de transmission)
• Scanner de lame dédié à l’imagerie de transmission et la fluorescence
• Vidéo-microscopie
• Microscopie confocale
• Microscopie confocale rapide par spinning-disk
• Microscopie multiphotonique
• Microscopie confocale d’ultra-haute résolution par STED (Stimulated Emission Depletion)
• Microscopie ultra haute résolution par PALM (Photo-Activation Light Microscopy)
• Microscopie ultra haute résolution par GSD (Ground State Depletion)
• Microscopie multi-photonique couplée à l’électro-physiologie
• Microscopie TIRF (Total Internal Reflection Fluorescence)
Techniques de microscopie :
• Mesure de durées de vie de fluorescence : FLIM (Fluorescence Lifetime Microscopy) accessible sur un microscope à épi-fluorescence et en microscopie confocale permettant de mesurer notamment les interactions cellulaires par FRET (Fluorescence resonant energy transfert)
• Technique de FRAP (Fluorescence recovery after photobleaching)
• Technique de décageage
• Technique de suivi de particules et molécules uniques,
• Technique de super résolution de type PALM
• Technique de super résolution de type STORM
• Imagerie en microscopie confocale sur matériaux par réflectance
• Imagerie par feuillet de lumière
Traitement d’images :
• Analyse d’images en 2D et en 3D (avec possibilité de développement d’automatisation de traitement, et de développement de nouvelles fonctionnalités)
• Analyse et traitement d’images pour reconstruction d’images de PALM
• Déconvolution des images

4.2.4.2 Prestations Spécifiques en Imagerie Electronique
Le pôle d’imagerie électronique est un service de microscopie électronique en transmission (TEM) et à balayage (MEB). Il fournit des services, de la formation et il est profondément impliqué dans la recherche et le développement.
Principaux équipements et méthodes: microscopie électronique à transmission (TEM 1 H7650 HITACHI - 120 kV, 1 FEI Tecnai 12 - 120 kV) couplé à la micro-analyse X, la microscopie électronique à balayage (MEB FEI quanta 200, environnemental). La préparation des échantillons comprend la cryofixation sous haute pression, la cryosubstitution et l’ultra-cryomicrotomie, un système automatisé d’immunomarquages, et une station d'analyse d'images avec des logiciels dédiés. Le pôle offre de nombreuses techniques de préparation des échantillons en fonction des objectifs des utilisateurs et du type d'échantillon proposé. Il recouvre une grande diversité de domaines d'application dans le domaine de la biologie animale et végétale (tissus, suspensions cellulaires, cellules adhérentes, bactéries ...). En outre, nous sommes en train de développer des applications orientées vers l'étude des bio-matériaux.
Diverses techniques de préparation des échantillons pour le TEM sont proposées, y compris les préparations par des techniques classiques (fixation chimique, déshydratation, inclusion en résine époxy) ou par cryo-techniques. Ces préparations sont ensuite utilisées pour l'imagerie TEM ultrastructurale de fort contraste et de haute résolution. En parallèle, nous réalisons diverses méthodes d'immunodétection avec pré-enrobage ou les techniques de post-enrobage (manuellement ou avec l'aide d'un système automatisé). Nous avons récemment mis à disposition la technique Tokuyasu (cryosections & immunomarquage) permettant une meilleure conservation des sites antigéniques et un gain de temps par rapport aux méthodes conventionnelles. Enfin, le développement de la tomographie est en cours sur ce pôle (voir ci-dessous).
En ce qui concerne la microscopie électronique à balayage (MEB), l'acquisition en 2008 d'un MEB environnemental permet d’offrir un éventail plus large d'analyses et ouvre de nouvelles perspectives pour obtenir une meilleure préservation des tissus, proche de leur état natif. Nous proposons l’imagerie topographique et l'imagerie par contraste élémentaire chimique ou par analyse aux rayons X (EDX).
Le pôle d'imagerie électronique participe aux activités de formation dans le cadre de la formation initiale, formation continue ou la formation technique et matériel.

L'objectif du pôle d'imagerie électronique est de développer et de livrer de nouvelles technologies basées sur:
• Tomographie électronique (représentation en trois dimensions de l'ultra-structure des tissus ou de cellules). À cette fin, en 2014, nous avons aquis un logiciel de reconstruction 3D de traitement automatisé des images de tomographie.
• Microscopie corrélative (microscopie photonique et électronique sur la même zone d’intérêt d’un échantillon). Cette approche est mise en œuvre en collaboration avec le pôle d'imagerie photonique.
• Les méthodes de conservation de fluorescence dans les process de préparation pour la ME. A cette fin nous snous somems équipé d’un module de visualisation de fluorescence adaptable sur nos cryo-ultramicrotome.

Détail des Techniques accessibles en Imagerie Electronique
Mode d’observation :
• Imagerie par MET en Haut contraste ou en Haute résolution, Tomographie, en Microanalyse X (EDX).
• Imagerie par MEB en Haut vide ou en pression contrôlée, associé à de l’EDX
• Microscopie Corrélative Photonique – Electronique (CLEM) : En mode conventionnel, en mode Cryo-préparation
Techniques de préparation des échantillons :
• Méthodes conventionnelles (fixation/déshydratation /inclusion) (MO et MET/MEB).
• Coupes semi-fines (MO), ultra-fines (MET).
• Coloration négative et différentes techniques de contraste (MET).
• Préparation de grilles membranées
• Métallisation et dessiccation au point critique (MEB).
Techniques avancées de cryopréparation :
• Cryosubstitution après fixation chimique par “Progressive Lowering of Temperature” (PLT).
• Cryofixation sous haute pression (HPM100) suivie d’une cryosubstitution
• Cryo-ultramicrotomie (FC7)
Techniques avancées d’immunomarquage :
• Immunomarquage en pré ou post enrobage (Manuel ou par Automate).
• Méthode de Tokuyasu (cryocoupes + immunomarquages)
Traitements d’images :
Mise à disposition et développement de technologies émergentes reposant sur :
• la représentation tridimensionnelle de l’ultrastructure tissulaire ou cellulaire (Tomographie).
• l’analyse par microscopie corrélative de la localisation de protéines fluorescentes au niveau d’ultrastructures subcellulaires.

4.2.4.3 Prestations Spécifiques en Imagerie du Végétal
Missions : Le pôle d'imagerie du végétal offre un éventail d'approches d’imagerie cellulaire adaptées aux modèles végétaux, de l’échelle de la microscopie photonique à celle de la microscopie électronique 2D et 3D. Il fournit des outils et savoir-faire pour l'étude qualitative et quantitative des tissus et de l'organisation cellulaire et la localisation de molécules par des techniques de fluorescence ou d’immuno-MET. Le pôle prend en charge des projets d’imagerie ou bien met à disposition les équipements et forme les utilisateurs. Ces services s’adressent d’une part à la communauté scientifique bordelaise de la SFR BIE «Biologie Intégrative et Ecologie» (plus de 10 laboratoires concernés, correspondant à une communauté de près de 300 chercheurs), d’autre part à des biologistes d'autres laboratoires français et étrangers (16 laboratoires extérieurs ont utilisé nos compétences depuis 2005). Deux laboratoires de la SFR BIE (UMR1332 et UMR5200) ont détaché du personnel pour travailler à temps partiel sur le pôle d'imagerie du végétal.

Equipements / Compétences :
Le pôle d'imagerie du végétal est équipé pour la microscopie électronique et photonique. Il dispose d’un microscope électronique à transmission 120KV équipé d’une caméra numérique 4K haute résolution permettant des acquisitions 2D, des acquisitions 3D par tomographie électronique et l’observation d’objets congelés hydratés (cryomicroscopie). Le pôle maîtrise l’ensemble des étapes de tomographie électronique, de l’acquisition à la reconstruction 3D.
Le pôle met également à disposition des microscopes photoniques : un microscope confocal à balayage laser, deux microscopes à épifluorescence et un stéréomicroscope UV.
Plusieurs techniques de préparation des tissus végétaux sont couramment utilisées : cryofixation sous haute pression (EMPACT) et cryo-substitution (AFS), fixation chimique, inclusion en résine, coupes d’échantillons frais avec un microtome vibrant, coupes d’objets inclus en résine (ultramicrotomie). Le pôle a mis au point des protocoles de traitement optimisés pour des études immunocytochimiques ou ultrastructurales de différents tissus végétaux.
Le pôle réalise l’analyse morphométrique des images, la quantification de la fluorescence, la déconvolution, l’alignement, la reconstruction et la visualisation 3D des tomogrammes.

Développement / Perspectives :
Un point fort du pôle d'imagerie du végétal est la mise en œuvre de cryo-méthodes adaptées à l'étude des cellules végétales en MET, le pôle ayant une reconnaissance nationale dans ce domaine. Des efforts constants sont faits afin d’adapter les protocoles de cryofixation-cryosubstitution à un plus grand nombre d’échantillons végétaux.
Par ailleurs, le pôle a pour objectif d’implémenter les méthodes de vitrification de films minces par cryo-plunge afin d’étudier l’ultrastructure de suspensions biologiques (plasmodesmes, vésicules lipidiques) par cryo-MET et/ou cryo-tomographie électronique.
En 2015, en interaction avec les deux autres pôles du BIC, le pôle végétal a déposé un projet PEPS transversal ‘SuperCLEM-3D’ (coordinatrice Lysiane Brocard), dont l’objectif est la mise en place d’une approche émergente de microscopie corrélative entre microscopie photonique haute résolution et tomographie électronique, afin de pouvoir associer des processus dynamiques à des données ultra-structurales, dans les trois dimensions.

Moyens et equipements

Dénomination;Année acquisition;Valeur d’achat;Champ d’utilisation;% utilisation;

Microscope épifluorescence Leica équipé d’une caméra haute sensibilité PhotometricsCoolSnap HQ piloté par logiciel MetaMorph;2002;100 K€;Recherche;70%;
;1400 h/an;
Microscope confocalLeica SP2 droit AOBS, 4 lasers (405, 458, 476, 488, 514, 543, 633) 4 PMT;2002;150-200 K€;Recherche;remplacé;
Microscope confocalLeica SP2 inversé AOBS 3 lasers (458, 476, 488, 514, 543, 633) et FLIM et FCS, 10 PMT;2002;150-200 K€;Développement et recherche;20%;
;400 h/an;
Microscope confocalLeica droit équipé pour l’electrophysiologie et 3 lasers (458, 476, 488, 514, 543, 633) 6 PMT;2002;150-200 K€;Recherche;20%;
;400 h/an;
Laser Amplitude Systemes t-Pulse20 femtoseconde 1030 nm avec module d’extension spectrale (950-1150) (fibre creuse) ;2002;150 K€;Développement;-;
Laser Coherent Mira 900 titane saphire femtoseconde accordable 700-980 nm;2002;200 K€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
2 ordinateurs dédiés à l’analyse des images avec double écran et équipé de logiciel d’analyse et de traitement des images: MetaMorph (avec module de déconvolution), Matlab..;2002;10 K€;Analyse et traitement des images;80%;
;1600 h/an;
Equipement FLIM;2004;60 K€;Développement et recherche;40%;
;800 h/an;
Vidéo-microscope Leica inversé équipé d’une caméra rapide Quantem;2004-2005;150 K€;Développement et recherche;50%;
;1000 h/an;
Equipement FCS;2006;100 K€;Développement et recherche;20%;
;400 h/an;
MacroFluo équipé d’une caméra CCD couleur et d’une caméra CCD noir et blanc;2006;45 K€;Recherche;30%;
;600 h/an;
Ordinateur bi-processeur avec logiciel de traitement et analyse des images en 3D (Imaris);2006;20 K€;Analyse et traitement des images;80%;
;1600 h/an;
Amélioration du système FRAP de la station de vidéo-microscopie;2007;11 K€;Développement et recherche;30%;
;600 h/an;
Microscope confocal SPE 3 diodes laser (488 nm, 532 nm, 635 nm) 1PMT;2008;100 k€;Recherche;70%;
;1400 h/an;
Laser Coherent Chameleon titane saphire femtoseconde accordable 700-980 nm;2008;100 K€;Développement et recherche;40%;
;800 h/an;
Microscope confocal SP5 STED laser (458, 476, 488, 514, 543, 633) + Laser Mi Tai accordable 700 nm à 1000 nm, 9 PMT+ laser 635 nm + scanner résonant (8000Hz à 16000Hz);2008;1 000 K€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Ordinateur bi-processeur avec logiciel de traitement et analyse des images en 3D (Imaris);2009;30 K€;Analyse et traitement des images;80%;
;1600 h/an;
Microscope DM5000;2009;70 K€;Recherche;60%;
;1200 h/an;
Microscope confocal spinning-disk FRAP;2009;300 K€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Up-grade d’équipement pour la microscopie STED (laser excitation 532 nm);2010;100 K€;Développement et recherche;50%;
;1000 h/an;
Equipement d’acquisition de FLIM par système de modulation de phase;2010;150 K€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Microscope TIRF-FRAP pour acquisition en PALM;2010;300k€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Ordinateur bi-processeur pour analyse PALM;2010;3 k€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Upgrade pour la microscopie PALM : système d’illumination;2011;5 k€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Upgrade pour la microspieconfocale : détecteurs hybride;2011;18 k€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Upgrade pour le vidéo-microscope : système d’illumination + caméra double matrice;2011;17 k€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Modification du banc laser du spinning FLIM en intégrant le laser O-micron;2012;40 k€;Développement et recherche;70%;
;1400 h/an;
Scanner de lames : Nanozoomer;2012;200 k€;Développement et recherche;60%;
;800 h/an;
Microscope haute résolution GSDIM;2012;250 k€;Développement et recherche;30%;
;400 h/an;
Microscope confocal laser blanc SP8;2012;400 k€;Développement et recherche;60%;
;800 h/an;
Caméra résolutive pour upgrade du vidéo-microscope;2013;10 k€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Ultramicroscope à feuillet de lumière Lavison Bio Tec;2014;170 k€;Développement et recherche;30%;
;400 h/an;
Upgrade du SP8 en STED/ SP5 en MP/FLIM;2015;500 k€;Développement et recherche;80%;
;1600 h/an;
Microscope MP Femtonics;2016;250 k€;Développement et recherche;20%;
;400 h/an;
Microscope confocal CRYO;2016;346 k€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Vidéo-microscope;2016;152 k€;Recherche;60%;
;1200 h/an;
Microscope confocal SPE d’occasion Montpellier;2016;30 k€;Recherche;60%;
;1200 h/an;
Ordinateur d’analyse;2016;4,5 k€;Développement et recherche;60%;
;1200 h/an;
Pôle d’Imagerie Electronique;
MET (HITACHI H7650 - 120kV) + camera Orius (GATAN);2006;460K€;Prestation et Recherche et Développement;100% pour les prestations;
;(+/- 6 heures/jour);
MET (FEI Tecnai 12 - 120kV) +camera Orius (GATAN)+ Système d’analyse X – EDX (Brukker);1999;65K€;Recherche et Anapath;60% Université et 40% Hôpital;
;(+/- 6 à 9 heures/jour);
;2006;
MEB (FEI) Quanta 200;2008;250K€;Recherche et Développement;100% pour les prestations;
+ Système d’analyse X – EDX (EDAX) sur MEB;2008;(+/- 3 heures/jour);
1 Ultramicrotome UCS LEICA;1999;Prestation;10%;
1 Ultramicrotome UCT LEICA;2002;65 K€;Prestation Recherche et Développement;40%;
1 Ultramicrotome UC7-FC7 LEICA;2011;130 K€;Prestation et R&D;40%;
1 Ultramicrotome LEICA EM-UC7;2016;44 K€;Prestation et R&D;A la demande;
1 Caméra intégrée LEICA IC 90;2016;3 K€;Prestation et R&D;A la demande;
;
Automate d’immunomarquage IGL (LEICA) ;2008;25K€;Recherche et Développement;20%;
1 Métalliseur 108Auto/SE (ELOISE);2012;10,5K€;Prestation et R&D;A la demande;
Centrifugeur (sur pied) réfrigéré JOUAN;2003;1K€;Recherche et Développement;A la demande;
1 AutomatedFreeze Substitute Unit (AFS) LEICA;2002;23,5K€;Recherche et Développement;40%;
1 AutomatedFreeze Substitute Unit (AFS2) LEICA;2011;39K€;Recherche et Développement;30%;
Logiciel d’acquisition de tomographie et de l’appareillage nécessaire ;2009;75K€;Recherche et Développement;A la demande;
1 unité de cryo-fixation ;2010;200k€;Recherche et Développement;A la demande;
HPM100 LEICA;
1 Appareil de préparation de Bloc - Trimmer (LEICA);2013;11 k€;Prestation;A la demande;
LEICA CPD;2015;35 k€;Prestation;A la demande;
Microscope Zeiss Axiophot (DIC, épifluorescence);1987;6 K€;Développement et Recherche;15%;
;300 h;
Ultra microtome LeicaUltracut S;1993;41 K€;Développement et Recherche;12%;
;240h;
Microscope Nikon E800 épifluorescence;1998;43 K€;Développement et Recherche;20%;
;400 h;
Stéréomicroscope à épifluorescence;2002;23 K€;Développement et Recherche;10%;
Leica MZ FLIII;200 h;
Microscope confocalLeica TCS SP2 droit AOBS, AOTF, diode 405, 3 lasers (458, 476, 488, 514, 543, 633) 4 PMT, DIC;2003;190 K€;Développement et Recherche;25%;
;500 h;
Unité de congélation ultra-rapide EM-PACT Leica;2003;134 K€;Développement et Recherche;5%;
;100h;
Automate de Cryosubstitution;2003;20 K€;Développement et Recherche;36%;
(AFS Leica);720h;
Caméra Leica DC300F pour stéréomicroscope MZ FLIII;2003;20 K€;Développement et Recherche;10%;
;200 h;
Station analyse d’image + logiciel ImageProPlus;2004;4 K€;Analyse d’image;20%;
;(recherche);400 h;
Microtome motorisé (couteau de verre ou lame métal) Microm HM 355S;2004;27 K€;Préparation échantillons (recherche);15%;
;300 h;
Caméra Spot RTKE N&B/couleur pour Axiophot;2004;12 K€;Développement et Recherche;15%;
;300 h;
Microtome à lame vibrante Microm HM650V ;2005;20 K€;Préparation échantillons (recherche);8%;
;160 h;
Motorisation Z pour microscope Nikon;2005;4 K€;Développement et Recherche;2%;
;40 h;
Microscope Olympus CX41RF;2006;5 K€;Développement et Recherche;20%;
;400 h;
Caméra Coolsnap HQ2 pour Nikon;2010;16 K€;Développement et Recherche;20%;
;400 h;
Platine motorisée x-y pour confocal SP2;2010;15 K€;Développement et Recherche;10%;
;200 h;
Automate de Cryosubstitution;2012;33,8 K€;Développement et Recherche;100%;
(AFS2 Leica);2000 h;
Microscope électronique à transmission FEI Tecnai Spirit 120 KV équipé tomographie (Xplore3D, Amira) et observation cryo;2013;420 K€;Développement et Recherche;60%;
caméra Eagle;1200 h;
PC support MET;2013;1,9 K€;Développement et Recherche;75%;
;1500 h;
Macroscope Axiozoom;2015;31,5 K€;Développement et Recherche;300 h 15%;
Microscope confocal Zeiss LSM880 depuis le 18 novembre 2016;2016;297 K€;Développement et Recherche ;275 h;
;
Moyens informatiques;
Logiciels utilisés, capacité de stockage des données;
Le BIC peut stocker temporairement plusieurs Tera-octets de données.;
;
Logiciel (en dehors des logiciels de bureautique pack Office);Poste informatique;Localisation;
Metamorph offline (Moleculardevice);5 stations d’analyse;Pôle d’Imagerie Photonique ;
Leica LAS (Leica);
Leica LCS (Leica);
3D Imaris reconstruction 3D (Bitplane);
Autoquant logiciel de déconvolution;
ImageJ (NIH) freeware;
Mercator (Explora Nova);
Morpho Strider (Explora Nova);
Li-FLIM (Lambert-Instrument);
PCI-Image (Becker-Hickl);
Huygens (SVI);
NDP view (Hamamatsu);
PALM-Tracer (Home made software);
Arivis Vision 4D (Arivis);
Digital Micrographaquisition TEM (GATAN);2 stations d’analyse;Pôle d’Imagerie Electronique ;
· Photoshop (Adobe);
Image J (NIH);
Digital Micrograph 3D_REC (GATAN);
;
;
;
Logiciel (en dehors des logiciels de bureautique pack Office);Poste informatique;Localisation;
Logiciels de tomographie Xplore 3D, Inspect 3D (FEI),TomoJ;2 stations d’analyse;Pôle d’Imagerie du Végétal ;
Amira (Mercury, reconstruction 3D);
Autoquant (Media cybernetics, déconvolution);
Metavue (MolecularDevice);
Zen (acquisition confocal Zeiss);
Image Pro Plus(Media Cybernetics, quantification, 2 licences);
ImageJ (NIH, libre);
Cellset (Univ Nottingham, libre);
Pôle d’Imagerie Electronique :;
Deux stations d’imagerie sont mises à disposition pour les utilisateurs notamment pour le traitement des fichiers issus de la tomographie électronique. ;
Pôle d’Imagerie du Végétal :;
Outre la capacité de stockage interne (16To répartis sur différents PCs et disques amovibles), le PIV dispose de deux espaces sur des serveurs NAS situés sur le site INRA : l’un dédié à l’archivage des images acquises sur les différents microscopes (4 To) et l’autre dédié au partage et à la sauvegarde des documents de fonctionnement du pôle. Le PIV a contribué à l’acquisition de ces serveurs. ;

Galerie

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