Lyon multiscale imaging center (LyMIC)

LyMIC est une plateforme créée à l’initiative de l’Université́ Claude Bernard Lyon 1 pour répondre aux besoins en microscopie des acteurs académiques et industriels régionaux. Elle est également ouverte au niveau national et international. LyMIC coordonne l'activité des trois sites lyonnais de microscopie CIQLE, CTmu et PLATIM et propose un accès à une instrumentation de pointe en microscopie photonique et électronique. Un service d’histologie et d’anatomopathologie, ainsi qu'un service d’impression 3D sont aussi disponibles.

Un personnel qualifié offre aux utilisateurs de la plateforme conseil et assistance pour le montage de leurs projets et l'utilisation des machines. Une longue tradition de service auprès des industriels et des académiques permet également de réaliser des projets complets sur demande. LyMIC propose par ailleurs une offre très riche de formations, initiales et continues, couvrant un large spectre de techniques d'imagerie photonique et électronique et d’analyse d’images.

Expertises et services

Microscopie photonique :

• Microscopie plein champ (fluorescence, contraste de phase et polarisation),
• Microscopie confocale (droit et inversé, avec ou sans incubation, possibilité de mesures spectrales, FRET, FRAP, FLIM et TauSense), 
• Microscopie confocale rapide (scanner résonant et spinning disk),
• Microscopie biphotonique (droit pour petit animal),
• Microscopie super-résolutive (STED 3D, PALM/STORM et SIM),
• Microscopie à feuille de lumière (SPIM),
• Vidéomicroscopie (fluorescence et contraste de phase)
• Assistance et formation sur tous les appareils de la plateforme,
• Mise à disposition en autonomie de microscopes pour les utilisateurs formés,
• Développement de technologies et mise au point de protocoles,
• Conseil sur le choix des équipements en fonction des échantillons et des questions,
• Organisation de formations continues régulières et à la demande,
• Analyse de systèmes biologiques variés (virus, bactéries, cellules et tissus animaux et végétaux, sphéroïdes, poissons zèbres, drosophiles, nématodes...),
• Traitement et analyse d'images pour le public et le privé, organisation de formations sur logiciel gratuit (Fiji, QuPath) ou commercial (Amira, Arivis, Imaris).

Microscopie électronique :

• Microscopie électronique en transmission (TEM, cryo-TEM, HRTEM, STEM),
• Microscopie électronique à balayage (FE-SEM, ESEM, cryo-SEM, EDX, EBSD),
• Tomographie,
• Microscopie corrélative (CLEM),
• Mise à disposition de microscopes et assistance pour leur utilisation,
• Réalisation d'études à façon,
• Organisation de formations continues,
• Prise en charge d’échantillons biologiques ou matériaux, fixation chimique et inclusion en résine (Epon, LRWhite, Lowicryl),
• Ultramicrotomie et cryo-ultramicrotomie (coupes semi et ultrafines),
• Analyse immunocytochimique, anatomopatologique et ultrastructurale.

Histologie-anatomopathologie :

• Réalisation d'études à façon,
• Inclusion d’échantillons et coupe en paraffine,
• Coloration en routine sur automate (HP et HPS),
• Coloration spéciale (trichrome de Mallory, PAS, bleu Alcian, Perls, oro, crésyl violet...),
• IHC/IF sur automate (validation d’anticorps, multiplexage…), 
• IHC sur automate (DAB, anticorps),
• Transparisation d’organes et de tissus par la méthode X-Clarity,
• Conseil et développement de protocoles selon les besoins des utilisateurs,
• Mise à disposition des cryostats et microtomes.

Impression 3D :

• Dessin et modélisation en 3D avec les logiciels SketchUp (Trimble), Fusion 360 (Autodesk) et FreeCAD (FreeCAD),
• Impression de pièces en 3D.

Moyens et équipements

Microscopie photonique :

• Microscope confocal inversé LSM800 avec module Airyscan (Zeiss),
• Microscope spinning disk avec module de FRAP et photoactivation (Leica-Roper),
• Microscope spinning disk avec Borealis (Andor) et module de FRAP (Gataca Systems), 
• Microscope confocal LSM710 spectral inversé avec incubateur (Zeiss),    
• Microscope confocal LSM700 droit pour gros échantillons (Zeiss),  
• Microscope confocal spinning disk CQ1 avec incubation pour criblage à haut débit (Yokogawa),
• Microscope confocal inversé SP5 X (Leica),
• Microscope confocal droit SP8 avec scanner résonnant (Leica), 
• Microscope confocal droit Stellaris 5 (Leica), 
• Microscope confocal LSM980 avec module Fast Airyscan et NLO (Zeiss),
• Microscope confocal inversé Axio Observer Z1 LSM980 avec module Airyscan 2 et Multiplexe SR-Y4 (Zeiss), 
• Microscope confocal inversé LSM800 (Zeiss),
• Microscope confocal inversé LSM880 (Zeiss),
• Microscope biphoton droit Ultima pour petit animal (Bruker),
• Microscope à feuille de lumière Lightsheet 7 (Zeiss),
• Microscope à feuille de lumière Blaze (Miltenyi Biotec),
• Scanners de lame Axioscan Z1 et Z7 (Zeiss),
• Vidéomicroscope Axio Observer avec incubateur et filtres FRET (Zeiss),
• Microscope de super-résolution N-STORM pour PALM/STORM (Nikon),
• Microscope de super-résolution Elyra 7 pour PALM/STORM et SIM (Zeiss),
• 2 microscopes de super-résolution STED 3D et FLIM avec détecteur Matrix (Abberior),
• 3 microscopes à champ large (Zeiss),
• Stéréomicroscope Lumar à épifluorescence équipé de 2 caméras (Zeiss),
• 7 stations de travail avec logiciels Amira, Arivis, Imaris, Huygens, Zen, ImageJ et QuPath.

Microscopie électronique :

• Microscope électronique en transmission JEM-2100F (Jeol) haute résolution 200 kV avec camera SightSKY (Jeol) et spectromètre EDS X-Max 80 (Oxford),
• Microscope électronique en transmission JEM-1400Flash (Jeol) avec camera RIO 16 (Gatan), 
• Microscope électronique en transmission JEM-1400 (Jeol) 120 kV avec 2 cameras Orius 600 et 1000 (Gatan) et détecteur de microanalyse X JED-2300 (Jeol),
• Microscope électronique à balayage Merlin Compact VP (Zeiss), spectromètre EDS X-Max 50 (Oxford) et camera EBSD Symmetry S3 (Oxford),
• Microscope électronique à balayage Quanta 250 FEG (FEI), spectromètre EDS Ultim Max 65 (Oxford) et système de cryotransfert Alto (Gatan),
• Unité de cryofixation haute pression HPM100 (Leica),
• Cryo-plongeur Vitrobot (Thermo Fisher),
• 2 automates de cryosubstitution AFS2 (Leica),
• Cryo-ultramicrotomes UC7 et ultramicrotomes UC7 (Leica),
• Cryo-ultramicrotome Ultracut S et ultramicrotomes Ultracut E (Reichert),
• 2 métalliseurs MED020 (BalTec) et métalliseur sous vide primaire EM ACE200 (Leica) et MED10 (Balzers), 
• Amincisseur ionique TEM Mill 1050 (Fischione),  
• Système d’effluvage de grilles PELCO easiGlow (Ted Pella) et ACE 200 (Leica), 
• 2 automates EM TP (Leica) pour la préparation de tissus, 
• Machine EM KMR3 (Leica) pour la fabrication de couteaux de verre. 

Microscopes à force atomique :

• NanoWizard III (JPK-Bruker),
• NanoWizard IV avec maintien de température (JPK-Bruker),
• Nano-indenteur TI950 (Hysitron-Bruker). 

Histologie-anatomopathologie :

• Cryostat C3050S (Leica),
• Microtome RM2245 (Leica),
• Microtome automatisé RM2255 (Leica),
• Microtome automatisé HM355S avec CoolCut (Thermo Fisher),
• Cryo-ultramicrotomes UC7 (Leica),
• Automate d’imprégnation ASP300 (Leica),
• Automate d’IHC/IF Ventana Discovery Ultra (Roche),
• Automate de coloration AutoStainer XL (Leica),
• Système de transparisation X-Clarity (Logos Biosystems),
• Vibratome VT1200 (Leica).

Impression 3D :

• Imprimante à dépôt de matière fondue Tobeca 3 (Tobeca),
• Imprimante stéréolithographique Form 2 (Formlabs).

Comment soumettre un projet ?

LyMIC sélectionne les projets sur la base de leur faisabilité, de la disponibilité du personnel et des machines et du respect des règles d'éthiques, d'hygiène et de sécurité.

Pour soumettre une demande, vous devez envoyer un mail avec un descriptif du projet et le délai de réalisation souhaité à la plateforme concernée : Denis Ressnikoff ou PLATIM pour la microscopie photonique, Elisabeth Errazuriz-Cerda ou Xavier Jaurand pour la microscopie électronique et l’anatomopathologie, PLATIM pour la microscopie à force atomique, Annabelle Bouchardon pour l’histologie, ou Bruno Chapuis pour l’impression 3D.

L'exécution de prestations complètes requiert une étude de faisabilité et la rédaction d’un cahier des charges par le service prestations. Certains projets de développement technologique sont sélectionnés par un comité sur la base de l'intérêt scientifique et technologique et de l'intérêt pour une diffusion des techniques aux autres utilisateurs.

Exemple de projet

Etude de l’assemblage des cils chez la drosophile

L’équipe « Assemblage des cils et développement » de l’Institut NeuroMyoGène a bénéficié des compétences complémentaires en imagerie de la plateforme LyMIC pour comprendre les étapes initiales de l’assemblage des cils chez un organisme modèle, la drosophile. L’une des difficultés à résoudre pour atteindre cet objectif était de pouvoir déterminer la localisation précise des protéines impliquées dans ces étapes initiales et de corréler leur présence à l’assemblage et à la dynamique de structures ciliaires spécifiques.

En combinant des approches d’imagerie à haute résolution (3D-SIM), des observations sur des échantillons vivants (microscopie confocale rapide, spinning disk) et des observations en microscopie électronique en transmission, les chercheurs sont parvenus à montrer le rôle primordial que joue un groupe de protéines dans l’assemblage de la zone de transition, une structure particulière située à la base des cils. Cette étude a également révélé comment le compartiment membranaire de la zone de transition est nécessaire pour contrôler l’initiation de la croissance des cils dans les cellules germinales mâles de la drosophile.

Pour en savoir plus : Vieillard J. et al. (2016). Transition zone assembly and its contribution to axoneme formation in Drosophila male germ cells. Journal of Cell Biology, 214(7):875–889.

Contact

LyMIC
SFR Santé Lyon-Est
CNRS UMS3453 / Inserm US7
Faculté de médecine Lyon-Est
8 Avenue Rockefeller
69373 Lyon Cedex 08
Région : Auvergne-Rhône-Alpes+33 (0)4 78 77 87 81
lymic@univ-lyon1.fr
Site de la plateforme

 

THÉMATIQUES : Histologie, anatomopathologie, Imagerie cellulaire, Imagerie in vivo, radiobiologie

RESPONSABLES SCIENTIFIQUES :
Jean-Louis Bessereau

RESPONSABLES TECHNIQUES :
Xavier Jaurand

TUTELLES : CNRS, ENS Lyon, Inserm, Université Claude Bernard Lyon 1

INFRASTRUCTURES NATIONALES : France-BioImaging

LABELLISATION IBiSA : 2013

MOTS CLÉS : Imagerie cellulaire, Imagerie de tissus et d’organes, Imagerie de nanomatériaux, Imagerie photonique, FRET, Imagerie à feuille de lumière, Super-résolution, SIM, PALM/STORM, Microscopie électronique en transmission, Microscopie électronique à balayage, Cryo-EM, STEM-HAADF, CLEM, Tomographie, Cryo-ultamicrotomie, Histologie, Transparisation d’organes et tissus, Analyse ultrastructurelle, Analyse anatomopathologique, Immunohistochimie sur automate, Impression 3D, Analyse d’images

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