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LUMIC

Imagerie cellulaire, microscopie électronique, cytométrie en flux, cytométrie de masse, tri cellulaire et analyse multiplexe pour la recherche fondamentale, clinique et translationnelle en biologie et sciences médicales.

Site de la plateforme

LUMIC

Imagerie cellulaire, microscopie électronique, cytométrie en flux, cytométrie de masse, tri cellulaire et analyse multiplexe pour la recherche fondamentale, clinique et translationnelle en biologie et sciences médicales.

Site de la plateforme

LUMIC

LUMIC est le réseau des plateformes d’imagerie et de cytométrie de Sorbonne Université. Ses missions portent sur la formation, la recherche et le développement dans le domaine de l’imagerie cellulaire, de la microscopie électronique, de la cytométrie en flux et de la cytométrie de masse. LUMIC fournit un support technique et méthodologique pour la recherche fondamentale, translationnelle et clinique en biologie et sciences médicales. Ses atouts principaux sont de réunir des biologistes, médecins et physiciens, de promouvoir la réflexion au-delà des frontières et de favoriser le transfert d'outils développés à l'interface des disciplines vers la communauté scientifique et l'industrie.

LUMIC propose une offre de services intégrée et 1 800 m² de laboratoires accessibles aux utilisateurs sur site et externes, académiques et privés. La plateforme héberge le matériel permettant d'analyser des échantillons de la molécule à l'organisme entier, avec une résolution allant de l’angström au millimètre. Répartis sur 3 sites, ses physiciens développent des méthodologies, instruments et outils d’analyse de données sophistiqués pour répondre aux besoins spécifiques des utilisateurs. Les offres de services de la plateforme incluent la préparation d'échantillons, l'acquisition de données, leur traitement et analyse, ainsi que la formation dans quatre domaines clés : l’imagerie fonctionnelle, l’imagerie volumétrique, l’imagerie ultrastructurale, et la cytométrie en flux et de masse à haut débit.

Expertises et services

Imagerie fonctionnelle :

  • Imagerie par fluorescence, de la molécule à l'organisme entier, imagerie de cellules, tissus et petits organismes vivants ou fixés,
  • Imagerie de cellules vivantes et analyse de leur dynamique moléculaire (FRAP, FLIP, FDAP, photoactivation et photoconversion), imagerie calcique et biosenseurs,
  • Microscopie confocale à super-résolution,
  • Imagerie macroscopique,
  • Photomanipulation (photolésions et optogénétique),
  • Imagerie spectrale (microspectroscopie confocale),
  • Imagerie Raman confocale,
  • Imagerie TIRF, PALM et STORM, suivi de particules uniques,
  • Analyse d’interactions moléculaires par FRET et FLIM,
  • Développement de flux de travail d'analyse de données.

Imagerie volumétrique :

  • Clarification d'échantillons pour la microscopie confocale biphoton et à feuille de lumière,
  • Imagerie confocale et à deux photons de tissus, organes et embryons,
  • Microscopie à feuille de lumière,
  • Visualisation, traitement et analyse de données avec IMARIS et ARIVIS, déconvolution (confocal, biphoton, spinning disk, champ large), segmentation, analyse spatiale en 3D (colocalisation, suivi, ramifications), reconstructions 3D et lames virtuelles,
  • Tomographie 3D en microscopie électronique : tomographie électronique et tomographie cryo-électronique en microscopie électronique à transmission (TEM), fraisage en série par FIB-SEM et array-tomography par microscopie électronique à balayage (SEM).

Imagerie ultrastructurale et analyse chimique par TEM :

  • Préparation et observation d'échantillons conventionnels par TEM : ultrastructure, immunocytochimie et contraste négatif,
  • Ultramicrotomie,
  • Congélation à haute pression ou par plonge et substitution à froid,
  • Cryo-microscopie,
  • Cartographie chimique et spectroscopique par TEM ou STEM (STEM-HAADF),
  • Spectroscopie aux rayons X à haute énergie de dispersion (XEDS),
  • Spectroscopie et imagerie par perte d’électron de haute énergie (EELS/EFTEM).

Imagerie ultrastructurale et analyse chimique par SEM :

  • Préparation d’échantillons et observation à haute résolution par SEM et cryo-SEM,
  • Imagerie conventionnelle (électrons secondaires et rétro-dispersés),
  • Spectroscopie aux rayons X à haute énergie de dispersion (XEDS),
  • Préparation d’échantillons : séchage au point critique, fraisage par faisceau d'ions, fracturation par congélation et gravure par congélation, métallisation secondaire.

Imagerie ultrastructurale et analyse chimique par FIB-SEM :

  • Préparation d’échantillon pour TEM et microscopie aux rayons X à transmission et balayage (STXM), fraisage en série,
  • Tomographie 3D / ATLAS 5.

Techniques à haut débit :

  • Cytométrie en flux multiparamétrique (15-18 marqueurs) et acquisition de données,
  • Analyse de données de cytométrie en flux multiparamétrique (logiciels et expertise),
  • Analyse de la mort cellulaire, du cycle cellulaire et flux de calcium par cytométrie en flux,
  • Tri cellulaire (niveau de sécurité P2 disponible sur deux sites, enrichissement par tri automatique de cellules magnétiques et tri FACS, microparticules, événements rares, dispositifs de clonage simultané pour 6 populations maximum),
  • Analyse par cytométrie de masse (CyTOF, jusqu'à 30 marqueurs), traitement des données et analyse (SPADE),
  • Multiplexage élevé : détection et quantification de protéines sécrétées ou provenant de lysat de cellules ou tissus,
  • Développement de kits de détection multiplexe,
  • Imagerie spectrale de biomarqueurs multiplexés en champ clair ou fluorescence,
  • Multiplexage virtuel : enregistrement d'images de sections sérielles immuno-étiquetées, y compris de lames virtuelles,
  • Imagerie à haut débit en champ clair ou fluorescence (scanner de lames),
  • Analyse d’images, lames virtuelles et tissue microarray (TMA),
  • Analyse de cellules en temps réel (xCELLigence) pour étudier l'adhésion, la prolifération, invasion et migration de cellules par impédancemétrie.

Moyens et équipements

Microscopes confocaux :

  • Leica TCS SP5 AOBS, inversé, détecteur hybride, scanner résonant (IBPS),
  • Leica TCS SP5 AOBS, droit, détecteur hybride (IBPS),
  • Olympus FV1000, droit (ICM),
  • Zeiss, LSM710, inversé (CRC),
  • Olympus FV1000, inversé (IDV),
  • Olympus FV1000, droit (IDV),
  • Leica TCS SP5 AOBS, droit, détecteur hybride (IFM),
  • Olympus FVi10x, inversé (IFM),
  • Leica SPE, droit (IBPS),
  • Olympus FV1200, inversé (IDV),
  • Leica TCS SP8 AOBS, inversé, détecteur hybride (ICM),
  • Olympus FV1200, droit, détecteur GaAsP (ICM).

Microscopes multiphotons :                

  • Zeiss 710 NLO, droit, détecteur GaAsP (ICM),
  • Leica TCS SP8 MP5, droit, détecteur hybride, scanner résonant (IBPS),
  • Leica TCS MP5, droit, détecteur hybride, scanner résonant (IFM),
  • 3I, droit, scanner résonant, holographie, détecteurs GaAsP (ICM).

Microscopes spinning disk :

  • Spinning disk droit Roper/Leica (IDV),
  • Spinning disk inversé Roper, Metamorph (IBPS),
  • Spinning disk inversé Leica (IFM),
  • Spinning disk inversé Roper/Leica (UMS-StA),
  • Spinning disk droit Roper/Leica (IDV),
  • Spinnnig disk droit avec FRAP-photoactivation (IBPS),
  • Microscope Olympus inversé IX83 et DSD2 Andor (Tenon),
  • Spinning disk inversé Andor Leica Yokogawa X (ICM),
  • Spinning disk droit Yokogawa W (ICM).

Microscopes à feuille de lumière :                                           

  • Ultramicroscope LaVision Biotec avec laser dans le rouge (IDV),
  • Ultramicroscope LaVision Biotec (ICM),
  • Microscope PhaseView (IBPS).

Scanners de lames :    

  • Scanner à fluorescence et lumière blanche Hamamatsu (IDV),
  • Axioscan Z1 Zeiss (CRC).       

Prototypes de microscopes :                           

  • 2 microscopes à feuille de lumière pour l'imagerie du poisson-zèbre (LJP),
  • Microscope Raman confocal et Raman à pinces optiques (LJP),
  • 3 microscopes optiques couplés à la microfluidique (LJP)                       

Equipements d’histologie :                  

  • Automate immunhistochimie Dako (UMS-StA),
  • Tissue microarray (UMS-StA),
  • Système de marquage de lames automatisé IHC/ISH Ventana discovery XT, Roche (CRC).

Microscopes à haut débit :

  • Microscope multispectral automatisé Vectra, PerkinElmer (CRC),
  • Microscope multispectral automatisé Mantra, PerkinElmer (CRC),
  • Microscope haut débit, BD cell signalling pathways 855, Beckton Dickinson (CRC).

Microscopes à dissection laser :

  • Microscope à dissection laser AS-LMD Leica (CRC),
  • Microscope à dissection laser PALM Zeiss (UMS-StA),
  • Microscope à dissection laser Arcturus (IBPS),
  • Microscope à dissection laser Leica DM6500B (IDV).

Microscopes électroniques et matériels pour la préparation d’échantillons :                            

  • TEM CM100 Philips avec CCD GATAN Orius camera (IFM),
  • TEM Jeol 1010, 100 kV, avec MégaView III caméra (Tenon),
  • TEM Jeol JEM 2100F, 200 kV, Gatan GIF, Gatan US4000 CCD camera, STEM-HAADF et BF, détecteur Jeol XEDS, cryo-TEM et tomographie (IMPMC),
  • SEM Zeiss Ultra 55, système XEDS Bruker Quantax (IMPMC),
  • FIB Zeiss Neon 40EsB, système XEDS Bruker Quantax, tomographie Atlas 3D (IMPMC),
  • TEM Jeol JEM 2100, 200 kV, Gatan US1000 CCD camera, STEM‑BF, détecteur Jeol XEDS, extension cryo-TEM et tomographie champ clair (IMPMC),
  • TEM Jeol JEM 2100 80, 200 kV, Gatan Tridiem camera, tomographie et cryo-TEM (IBPS),
  • TEM Hitachi 120 kV (ICM),
  • FESEM à haute résolution, GeminiSEM 500, Zeiss, avec détecteur STEM, platine cryo Leica, microsystèmes et module de tomographie Atlas 5 array tomography, Zeiss (IBPS),
  • Appareil de fracturation par congélation et machines de revêtement Baltec BAF400T et ACE600 avec VCT100, Leica Microsystems (IBPS),
  • Système de congélation à haute pression HPM 100, Leica Microsystems (IBPS).

Analyseurs multilasers et trieurs de cellules :

  • Cytomètre en flux, LSR II, Becton Dickinson (CRC),
  • Cytomètre en flux LSRII, Becton Dickinson (UMS-StA),
  • Cytomètre en flux FC500, Beckman Coulter (IDV),
  • Analyseur-trieur à 5 lasers L2 (UMS-PS),
  • Cytomètre en flux Gallios, Beckman Coulter (UMS-StA),
  • Trieur MoFlo-Astrios standard, Beckman Coulter (UMS-StA),
  • Analyseur à 5 lasers (UMS-PS),
  • Trieur, ARIA III, Becton Dickinson (CRC),
  • Trieur, Influx, Becton Dickinson (CRC),
  • Cytomètre en flux Miltenyi MACSquant Analyzer 10 (ICAN),
  • Trieur Beckman Coulter MOFLO Astrios eQ (ICAN),
  • Trieur magnétique automatique, AutoMacs, Miltenyi (CRC).

Cytomètre de masse :

  • CyTOF II mis à jour sur Hélios (UMS-PS).

Machines multiplex :

  • Plateforme à haut multiplexage FLEXMAP3D, Luminex (CRC),
  • Système multiplex Magpix (ICAN, IDV).

Matériel d’analyse d’interactions moléculaires :

  • Biacore 3000, GE Healthcare (IBPS).

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Comment soumettre un projet ?

Le personnel de LUMIC a accès à un inventaire complet des techniques et du savoir-faire de chacun des sites de la plateforme, grâce à un site internet commun. Les équipements sont mis à disposition et réservables en ligne. Pour un service non collaboratif, envoyez votre demande à l’adresse lumic-sorbonne@listes.upmc.fr. Vous serez dirigé vers la méthodologie et les équipements appropriés, réservables en ligne dans un délai d'une à deux semaines. Pour les projets collaboratifs, adressez votre demande au comité de pilotage local du site concerné, qui définit les priorités des projets à sélectionner. Les délais de réalisation sont variables.

Divers organismes hébergent les sites LUMIC (universités, hôpitaux, fondations). Chaque site a établi une procédure interne pour recevoir ses utilisateurs, mais tous les sites ont signé une charte des plateformes commune à Sorbonne Université. La détermination des coûts, la validation des tarifs et la facturation sont toujours effectuées par Sorbonne Université.

Exemple d'utilisation

Imagerie à super-résolution confocale sur des échantillons complexes (site IBPS)

Un projet initié par l’équipe de Katja Wassmann au Laboratoire de biologie du développement (LBD) sur le site IBPS visait à acquérir une image à très haute résolution du fuseau méiotique d'ovocytes de souris pour obtenir des informations qualitatives sur l'interface cytosquelette / kinétochore. Les techniques de super-résolution telles que la 3D-SEM ne pouvaient être appliquées en raison de la complexité de l'échantillon.

Le site Jussieu a développé une procédure incluant l’optimisation de la préparation des échantillons, de l'acquisition d'images et du traitement du signal, afin de surmonter les aberrations sphériques dues à l'opacité, l'épaisseur et la densité de marquage de l'échantillon. Le site Jussieu a ainsi mis au point un processus permettant d’obtenir des images confocales à super-résolution avec des résolutions comparables au 3D-SIM. La méthodologie développée est maintenant disponible pour tous les utilisateurs de LUMIC et extérieurs. Elle s’applique désormais à d’autres échantillons complexes, tels que les petits embryons.

Pour en savoir plus : Vallot A. et al. (2018). Tension-induced error correction and not kinetochore attachment status activates the SAC in an Aurora-B/C-dependent manner in oocytes. Current Biology, 28(1):130-139.

Contact

LUMIC
4 place Jussieu
75005 Paris
Région : Île-de-France+ 33 (0)1 44 27 20 11
susanne.bolte@upmc.fr
Site de la plateforme

LUMIC

 

THÉMATIQUES : Imagerie cellulaire, Autres

TUTELLES : CNRS, Inserm, Sorbonne Université

LABELLISATION IBiSA : 2018

RESPONSABLES SCIENTIFIQUES :
Didier Chatenay

RESPONSABLES TECHNIQUES :
Susanne Bolte

MOTS CLÉS : Imagerie fonctionnelle, STORM, PALM, TIRF, Clarification, Imagerie multiphotons, Déconvolution, Imagerie du vivant, Imagerie confocale, Imagerie spectrale, Raman, Microdissection laser, Imagerie calcique, Imagerie à feuille de lumière, Cytométrie multiparamétrique, Tri cellulaire, Cytométrie de masse, Microscopie électronique, TEM, SEM, Tomographie 3D, Cryotechniques, FIB-SEM, Cartographie chimique, STEM-HAADF

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